细胞培养系统在运行中，污染和增殖缓慢是较困扰研究者的两大问题，需通过精准排查找到根源并针对性解决。
污染防控需建立全流程屏障。细菌污染常表现为培养基浑浊、pH骤降，此时应立即丢弃污染细胞，用75%酒精消毒培养箱内壁，更换滤膜和托盘水槽中的灭菌水。真菌污染多呈白色絮状漂浮物，需用含氯消毒剂擦拭培养系统表面，并用紫外线照射培养箱30分钟以上。支原体污染隐蔽性强，可通过PCR检测确认，一旦发现需使用支原体清除剂处理，或直接更换新的细胞系，同时对所有耗材进行121℃高压灭菌(至少20分钟)。
预防污染的关键在操作规范：穿戴无菌手套前需酒精消毒并自然晾干，避免手套接触非无菌表面；开盖操作时保持瓶口倾斜45°，远离气流扰动区；每批次培养基使用前需预留样本培养48小时，确认无菌后方可大规模使用。
细胞增殖缓慢需从环境与营养两方面排查。若细胞形态无异常但增殖停滞，先检查培养箱参数：CO₂浓度应稳定在5%±0.1%，温度保持37℃±0.5℃，湿度≥95%，可通过校准设备确保参数精准。营养不足也会导致增殖放缓，需核对培养基配方是否匹配细胞类型(如干细胞需添加特定生长因子)，血清浓度低于10%时可适当提高至15%，同时每周更换2-3次培养基，避免代谢废物积累。
细胞自身状态问题需针对性处理：传代时胰酶消化过度会损伤细胞，应严格控制消化时间(通常1-3分钟)，出现细胞间隙增大即终止消化；细胞密度过高会导致接触抑制，需及时传代，保持接种密度在20%-30%；老化细胞会出现增殖能力下降，建议定期复苏早期冻存的细胞株，避免长期传代导致的特性改变。
此外，培养器皿的选择也会影响增殖效率：贴壁细胞需使用经包被的培养瓶，悬浮细胞应选用低吸附容器；新批次耗材需先进行小规模试用，确认无毒性后再批量使用。通过精细化环境管控，可显著提升细胞培养的稳定性，让细胞培养系统真正成为可靠的研究工具。
